КОНСТРУИРОВАНИЕ СИНТЕТИЧЕСКОГО ОБХОДНОГО ПУТИ ДЛЯ УЛУЧШЕНИЯ АЭРОБНОГО СИНТЕЗА ЯНТАРНОЙ КИСЛОТЫ ПО ОКСИДАТИВНОЙ ВЕТВИ ЦИКЛА ТРИКАРБОНОВЫХ КИСЛОТ РЕКОМБИНАНТНЫМИ ШТАММАМИ Escherichia coli

Аннотация:

Исследован эффект введения синтетического обходного пути, обеспечивающего превращение 2-кетоглутарата в янтарную кислоту через промежуточное формирование сукцинат-полуальдегида, на аэробный биосинтез янтарной кислоты из глюкозы по оксидативной ветви цикла трикарбоновых кислот рекомбинантными штаммами Escherichia coli. Рекомбинанты были получены с использованием, в качестве базового, штамма, лишенного основных путей формирования уксусной, молочной кислоты и этанола из пировиноградной кислоты и ацетил-КоА, обладающего модифицированной системой транспорта и фосфорилирования глюкозы. Функционирование глиоксилатного шунта в штаммах было прекращено в результате делеции генов асеА, асеВ и glcB, кодирующих изоцитратлиазу и малатсинтазы А и G. Конститутивная активность изоцитратдегидрогеназы была обеспечена за счет делеции гена киназы/фосфатазы изоцитратдегидрогеназы, асеК. При последующей инактивации сукцинатдегидрогеназы соответствующий штамм аэробно синтезировал янтарную кислоту из глюкозы с молярным выходом 24.9%. Активация синтетического обходного пути, путем индуцированной экспрессии гена 2-кетоглутараг декарбоксилазы Mycobacterium tuberculosis, позволила заметно увеличить выход янтарной кислоты. У штамма с инактивированным глиоксилатным шунтом и разомкнутым циклом трикарбоновых кислот функциональная активность синтетического пути приводила к увеличению выхода янтарной кислоты из глюкозы в 2.7 раза. Конверсия субстрата в целевой продукт достигала 67.2%. Соответствующий подход может быть полезен для создания эффективных микробных продуцентов янтарной кислоты. Ключевые слова: 2-кетоглутарат декарбоксилаза, метаболическая инженерия, оксидативная ветвь ЦТК, полуальдегид янтарной кислоты, синтетическая биология, янтарная кислота, Escherichia coli Янтарная кислота — важный промышленно значимый химикат, который может быть получен из возобновляемого сырья посредством микробиологического синтеза. Природными продуцентами янтарной кислоты являются облигатно или факультативно анаэробные бактерии Actinobacillus succinogenes, Anaerobiospirillum succiniciproducens и Mannheimia succiniciproducens, способные эффективно превращать глюкозу в янтарную кислоту в отсутствие кислорода. Однако эти бактерии требуют для своего культивирования дорогостоящих комплексных питательных сред, что резко ограничивает возможность их экономически оправданного применения в промышленном производстве янтарной кислоты. Вместе с тем, с помощью методов метаболической инженерии микробиологическая конверсия Сахаров растительной биомассы в янтарную кислоту может быть обеспечена с использованием более традиционных для промышленной биотехнологии организмов, таких как Saccharomyces cerevisiae, Corynebacterium glutamicum и Escherichia coli. При этом, глубоко изученный метаболизм, развитость доступного генно-инженерного инструментария и нетребовательность к компонентам питательных сред делают Е. coli наиболее предпочтительным объектом для создания высокоэффективных рекомбинантных продуцентов янтарной кислоты. В отличие от природных продуцентов, факультативно анаэробная бактерия Е. coli способна синтезировать янтарную кислоту в качестве основного продукта утилизации углеродного субстрата как при анаэробиозе, так и в аэробных условиях. В отсутствие кислорода основным путем биосинтеза янтарной кислоты в клетках Е. coli служат реакции восстановительной ветви циклатрикарбоновых кислот (ЦТК), тогда как при аэрации - оксидативной ветви ЦТК и/или глиоксилатного шунта. Анаэробный синтез янтарной кислоты способен обеспечить высокие выходы целевого продукта за счет фиксации СО2 на стадии образования щавелевоуксусной кислоты (ЩУК). Однако, необходимость строгого соблюдения внутриклеточного окислительно-восстановительного баланса обуславливает относительно невысокие скоростные параметры, обычно достигаемые в анаэробных процессах биосинтеза. Аэробные процессы характеризуются высокими скоростями биосинтетических реакций и повышенной генерацией энергии за счет активного, в присутствии кислорода, окислительного фосфорилирования. В случае продукции янтарной кислоты, интенсивное аэробное формирование восстановленных эквивалентов может быть рассмотрено как дополнительное преимущество. Действительно, увеличенная доступность НАДН повышает устойчивость клеток Е. coli к кислотному стрессу за счет протон-транслоцирующего действия НАДН-дегидрогеназы I, а также других компонентов респираторной электрон-транспортной цепи. Следует отметить, что, несмотря на одинаковые значения максимального теоретического выхода, биосинтез янтарной кислоты по оксидативной ветви ЦТК энергетически более выгоден, нежели формирование продукта в реакциях глиоксилатного шунта. Тем не менее дизайн известных штаммов Е. coli, направленно сконструированных для аэробной продукции янтарной кислоты, предполагает преимущественное вовлечение глиоксилатного шунта в биосинтез целевого вещества. Основной причиной этого, служит тот факт, что при аэробном росте в богатых средах и средах содержащихглюкозу экспрессия 2-кетоглутарат дегидрогеназы в клетках Е. coli резко снижена. В результате ограниченный поток углерода через последующие реакции оксидативной ветви ЦТК не позволяет достичь эффективного формирования янтарной кислоты. Ветвление оксидативного ЦТК и глиоксилатного шунта происходит на уровне изоцитрата и, таким образом, сниженная активность 2-кетоглутарат дегидрогеназы не влияет на эффективность синтеза янтарной кислоты в реакциях альтернативного пути. Аналогично пируватдегидрогеназе, 2-кетоглутарат-дегидрогеназа Е. coli является сложным ферментативным комплексом, состоящим из множественных копий трех белковых компонентов, при этом один из них, липоамид-дегидрогеназа (КФ 1.8.1.4), является не только общим для обоих ферментативных комплексов, но и принимает участие в функционировании системы расщепления глицина. Как следствие, дефицит активности 2-кетоглутарат-дегидрогеназы вряд ли может быть преодолен прямой оверкэспрессией генов, кодирующих компоненты соответствующего ферментативного комплекса. Более того, подобное генно-инженерное вмешательство может привести к глобальным и нежелательным изменениям в функционировании биохимического аппарата клетки. В качестве альтернативного подхода может быть рассмотрено создание в клетках Е. coli синтетического обходного пути, аналогичного варианту оксидативного ЦТК, обнаруженного у мико- и цианобактерий. Данный вариант ЦТК обеспечивает замыкание цикла за счет последовательного действия 2-кетоглутарат декарбоксилазы (КФ 4.1.1.71), катализирующей декарбоксилирование 2-кетоглутарата с формированием сукцинат-полуальдегида (СПА), и сукцинат-полуальдегид дегидрогеназы (КФ 1.2.1.24), окисляющей СПА в янтарную кислоту. Клетки Е. coli природно обладают как НАД' -зависимой (КФ 1.2.1.24) сукцинат-полуальдегид дегидрогеназой (Sad), так и НАДФ+-зависимой (КФ 1.2.1.79) сукцинат-полуальдегид дегидрогеназой (GabD), но лишены ферментативной активности 2-кетоглутарат декарбоксилазы КФ 4.1.1.71. Таким образом, функциональность соответствующего синтетического обходного пути в клетках Е. coli может быть обеспечена в результате экспрессии гена гетерологичной 2-кетоглутарат декарбоксилазы. Цель работы — конструирование штаммов Е. coli для аэробной продукции янтарной кислоты из глюкозы по оксидативной ветви ЦТК, а также оценка эффективности биосинтеза целевого соединения соответствующими штаммами при введении синтетического обходного пути, основанного на формировании и последующем окислении СПА. Реактивы. Использовали препараты рестриктаз, ДНК полимеразы Taq ("Thermo Scientific", Литва) и ДНК полимеразы Phusion ("Thermo Scientific", Финляндия). ПЦР-продукты очищали методом электрофореза в агарозном геле и выделяли с помощью QIAquick Gel Extraction Kit ("Qiagen", США). Олигонуклеотиды ("Синтол", Россия) представлены в табл. 1. Компоненты питательных сред, соли и другие реактивы были произведены фирмами "Рапгеас" (Испания) и "Sigma" (США). Бактериальные штаммы, плазмиды и среды. Штамм Е. coli К-12 MG1655 (ВКПМ В-6195) и ранее сконструированный штамм Е. coli SGMl.OAptsG PLglk PtacgalP, обозначенныйкак MSG 1.0, обладающий модифицированной системой транспорта и фосфорилирования глюкозы, а также инактивированными путями смешанно-кислотного брожения, были использованы в качестве исходных для конструирования всех полученных в работе штаммов. Использованные в работе бактериальные штаммы и плазмиды представлены в табл. 2. Для культивирования бактерий применяли полноценные среды LB, SOB, SOC и минимальную среду М9, при необходимости в них добавляли ампициллин (100 мкг/мл) или хлорамфеникол (30 мкг/мл). Конструирование штаммов. Все хромосомные модификации осуществляли с использованием методики, описанной в работе. Линейные фрагменты ДНК для инактивации генов асе ВАК, glcB и sdhAB, содержащие маркер устойчивости к хлорамфениколу (ген cat), получали при помощи ПЦР с использованием пар праймеров Р1 и Р2, РЗ и Р4, Р5 и Р6, и плазмиды pMW\\$-(XattL-Cm-XattR) [19] в качестве матрицы. Полученные фрагменты ДНК были индивидуально интегрированы в хромосому штамма Е. coli MG1655, несущего плазмиду-помощник pKD46. Факт соответствия предполагаемых и полученных экспериментально структур хромосом отобранных штаммов, с индивидуально инактивированными генами асеВАК, glcB и sdhAB, подтверждали ПЦР-анализом с помощью пар локус-специфичных праймеров Р7 и Р8, Р9 и Р10, Р11 и Р12. Штаммы MSG 1.0 АасеВАК, MSG 1.0 А асеВАК AglcB и MSG 1.0 АасеВАК AglcB AsdhAB были получены при введении индивидуальных модификаций в хромосому штамма MSG 1.0 с помощью Р1 -зависимых трансдукций. Удаление маркера, фланкированного att-сайтами фага лямбда, из хромосом целевых штаммов, проводили с использованием плазмиды pMWts-Int/Xis, как описано ранее. Трансформацию штаммов плазмидами pMW119 и pMW119-A:gfif [21] осуществляли по стандартной методике. Культивирование штаммов. Рекомбинантные штаммы выращивали в течение ночи в среде М9, содержащей 2 г/л глюкозы, при 37 °С. По 5 мл полученных ночных культур разбавляли в 10 раз, добавляя 45 мл среды М9, содержащей 10 г/л глюкозы и 10 г/л дрожжевого экстракта. Полученные культуры инкубировали в колбах на 750 мл с вентилируемыми пробками на роторной качалке при 250 об./мин в течение 8 ч при 37 °С. Индукцию экспрессии гена kgd осуществляли добавлением изопропил-бета-D-тиогалактозида (ИПТГ) до конечной концентрации 1 мМ спустя 2.5 ч инкубации. При выращивании штаммов, содержащих плазмиды pMW119 и pMW119-kgd, в среды дополнительно вносили 100 мкг/мл ампициллина ("Синтез", Россия). Клеточные суспензии центрифугировали при 10000 g в течение 10 мин. В полученных супернатантах определяли концентрации секретированных метаболитов и остаточной глюкозы. Все эксперименты повторялись не менее трех раз. Аналитические методы. После отделения биомассы центрифугированием концентрацию органических кислот в культу рал ьных жидкостях определяли методом ВЭЖХ на ион-эксклюзионной колонке Rezex ROA-Organic Acid Н+ (8%) (300 х х 7.8 мм, 8 мкМ, "Phenomenex", США) с использованием системы Waters HPLC system ("Waters", США). В качестве подвижной фазы использовали водный раствор серной кислоты (2.5 мМ) со скоростью потока 0.5 мл/мин. Детекцию осуществляли при 210 нм. Для определения концентрации глюкозы использовали колонку Spherisorb-NH2 (4.6 х 250 мм, 5 мкМ, "Waters", США) и рефрактивный детектор Waters 2414. Подвижной фазой служила смесь ацетонитрил-вода (объемное соотношение 75:25) при скорости потока 1 мл/мин. Полученные в настоящей работе штаммы Е. coli для аэробной продукции янтарной кислоты по оксидативной ветви ЦТК были производными штамма MSG 1.0. Этот штамм был ранее сконструирован для использования в качестве платформенного при создании высокоэффективных продуцентов веществ — производных интермедиатов метаболического узла фосфоенолпируват—ЩУК— ацетил-КоА. Для этого побочные пути конкурентной утилизации ацетил-КоА и пировиноградной кислоты, ведущие к формированию уксусной и молочной кислот, а также этанола, были инактивированы в штамме за счет делеции генов аскА, pta, pox В, IdhA и adhE, кодирующих ключевые ферменты, катализирующие соответствующие реакции. Внутриклеточная доступность фосфоенолпирувата (ФЕП) для биосинтеза ЩУК в штамме была повышена в результате обеспечения ФЕП-независимого транспорта и фосфорилирования глюкозы при инактивации гена ptsG, кодирующего основную пермеазу глюкозы Е. coli, и при усилении экспрессии генов galP и glk, кодирующих Н+-симпортер галактозы и АТФ-зависимую глюкокиназу (КФ 2.7.1.2). В ходе аэробной утилизации глюкозы в комплексной питательной среде, базовый штамм MSG 1.0 конвертировал углеводный субстрат в янтарную кислоту с молярным выходом, составлявшим лишь около 7%. При этом основными метаболитами, секретированными штаммом, были пировиноградная и уксусная кислоты. Это указывало на низкую функциональную активность в штамме оксидативного ЦТК, приводящую к избыточному метаболизму глюкозы при использовании аминокислотных компонентов богатой среды в качестве основных питательных факторов для клеточного роста. Значимая секреция штаммом 2-кетоглутарата свидетельствовала о том, что причиной этого действительно являлась сниженная активность 2-кетоглутарат дегидрогеназы, и данное наблюдение согласовывалось с ранее опубликованными данными. Продукция штаммом детектируемых количеств яблочной кислоты была обусловлена, по всей видимости, активностью глиоксштатного шунта. С целью инактивации соответствующего биохимического пути, первоначально в штамме были делегированы гены асеЛ и асе В, кодирующие изоцитратлиазу (КФ 4.1.3.1) и малатсинтазу А (КФ 2.3.3.9), ключевые ферменты, катализирующие реакции глиоксилатного шунта. Одновременно в штамме был также делегирован ген асеК, входящий в состав асе ВАК оперона и кодирующий бифункциональную киназу/фосфатазу изоцитратдегидрогеназы (КФ 2.7.11.5/3.1.3.-). Этот фермент регулирует активность изоцитратдегидрогеназы (КФ 1.1.1.42), перенаправляя поток углерода между оксидативным ЦТК и глиоксилатным шунтом. При фосфорилировании и, тем самым, инактивации изоцитратдегидрогеназы, субстрат фермента— изоцитрат вовлекается в реакции глиоксилатного шунта. Дефосфорилированная активная форма изоцитратдегидрогеназы, обладая большим сродством к изоцитрату нежели изоцитратлиаза, обеспечивает преимущественное вовлечение изоцитрата в последующие реакции оксидативного ЦТК. Таким образом, отсутствие в клетках, в результате делеции гена асеК, фермента инактивирующего изоцитратдегидрогеназу, должно былодополнительно способствовать конверсии изоцитрата в 2-кетоглутарат, субстрат для синтеза янтарной кислоты по оксидативной ветви ЦТК. Штамм MSG1.0 АасеВАК при аэробной утилизации глюкозы синтезировал янтарную кислоту и 2-кетоглутарат с молярными выходами аналогичными показателям родительского штамма MSG 1.0. Более того, штамм продолжал секретировать яблочную кислоту. Действительно, помимо малатсинтазы А, кодируемой геном асеВ, клетки Е. coli обладают малатсинтазой G, кодируемой геном glcB. Известно, что экспрессия соответствующего glc оперона индуцируется в присутствии уксусной кислоты. За счет базальной активности тиоэстераз (КФ 3.1.2.20), штамм MSG1.0 Д асе ВАК, как и родительский MSG 1.0, в результате избыточного метаболизма глюкозы секретировал, помимо пировиноградной, также и уксусную кислоту. Присутствие уксусной кислоты в среде могло провоцировать индукцию экспрессии glc оперона, обусловливая участие в формировании яблочной кислоты малатсинтазы G. Таким образом, для полного прекращения функционирования глиоксилатного шунта, ген glcB в штамме MSG 1.0 АасеВАК был делегирован. В результате данной модификации, полученный штамм MSG 1.0 АасеВАК AglcВ не секретировал яблочную кислоту при аэробной утилизации глюкозы, выход янтарной кислоты при этом повышался лишь незначительно, а основными продуктами сформированными штаммом оставались пировиноградная и уксусная кислоты. Как было отмечено выше, значительное формирование штаммом пировиноградной и уксусной кислот, также как и секреция 2-кетоглутарата, были обусловлены недостаточной активностью 2-кетоглутарат дегидрогеназы и, следовательно, сниженной интенсивностью оксидативной ветви ЦТК. В то же время, причиной низкой продукции янтарной кислоты, демонстрируемой штаммом MSG 1.0 АасеВАК AglcB, была, очевидно, сохраняющаяся функциональная активность ферментов, вовлекающих соответствующий метаболит в последующие реакции полного ЦТК. Ферментом ЦТК использующим в качестве субстрата янтарную кислоту является сукцинатдегидрогеназа (КФ 1.3.5.1), катализирующая образование фумаровой кислоты. В дальнейшем, фумаровая кислота превращается, последовательно в яблочную и щавелевоуксусную, под действием фумараз (КФ 4.2.1.2) и малатдегидрогеназы (КФ 1.1.1.37), приводя, тем самым, к замыканию ЦТК. Таким образом, для предотвращения расхода янтарной кислоты в реакциях замкнутого ЦТК, гены sdhAB, кодирующие каталитические компоненты сукцинатдегидрогеназы, в штамме MSG 1.0 АасеВАК AglcB были делетированы. При инактивации сукцинатдегидрогеназы молярный показатель аэробной конверсии глюкозы в янтарную кислоту штаммом MSG 1.0 АасеВАК AglcB AsdhAB увеличивался до ~25%. Одновременно, хотя и менее выражено, увеличивался выход синтезированного штаммом 2-кетоглутарата. Формирование штаммом пировиноградной и уксусной кислот оставалось на уровне родительских штаммов. Для обеспечения туннелирования продуктов гликолиза, ацетила-КоА и его метаболита предшественника пировиноградной кислоты в реакции оксидативного ЦТК с последующим эффективным вовлечением 2-кетоглутарата в образование янтарной кислоты, в клетках сконструированных штаммов был экспрессирован ген kgd Mycobacterium tuberculosis, кодирующий 2-кетоглутарат декарбоксилазу (КФ 4.1.1.71). Присутствие гетерологичной 2-кетоглутарат декарбоксилазы могло обеспечить в штаммах функциональную активность синтетического обходного пути, приводящего к формированию янтарной кислоты через промежуточное образование СПА. Известно, что в клетках Е. coli экспрессия гена sad, кодирующего НАД+-зависимую сукцинат-полуальдегид дегидрогеназу, катализирующую окисление СПА в янтарную кислоту, значительно возрастает в присутствии соответствующего субстрата и физиологической ролью фермента является защита клетки от токсичного эффекта этого реактивного альдегида. Следовательно, внутриклеточный синтез СПА, в результате декарбоксилирования 2-кетоглутарата под действием гетерологичного фермента, мог служить сигналом адаптивного ответа, приводящего к росту уровня нативной клеточной СПА-нейтрализующей активности сукцинат-полуальдегид дегидрогеназы. Таким образом, экспрессия гетерологичной 2-кетоглутарат декарбоксилазы в клетках полученных штаммов представлялась достаточным условием для реализации подобной стратегии. Действительно, индукция экспрессии гена kgd под контролем LacI-зависимого промотора приводила к ярко выраженному перераспределению продуктов, синтезированных штаммами при аэробной утилизации глюкозы. В присутствии в среде специфического индуктора, ИПТГ, даже штамм MSG 1.0 (pMW119-kgd), обладающий интактными ЦТК и глиоксилатным шунтом, синтезировал лишь уксусную и янтарную кислоты в качестве основных продуктов утилизации глюкозы. Отсутствие продукции штаммом пировиноградной кислоты свидетельствовало о возросшей координации гликолиза и оксидативного ЦТК, тогда как прекращение секреции яблочной кислоты, в свою очередь, указывало на повышенную интенсивность функционирования непосредственноЦТК в клетках штамма. Молярный выход янтарной кислоты возросший, в первую очередь за счет 2-кетоглутарата, до 12.6% даже на фоне интактного ЦТК предполагал высокую эффективность туннелирования субстрата в сторону формирования целевого продукта по синтетическому обходному пути в результате экспрессии гетерологичной 2-кетоглутарат декарбоксилазы. Штамм MSG1.0 АасеВАК AglcB (pMW119-Agtf), с полностью инактивированным глиоксилатным шунтом, также как и его родительский штамм MSG 1.0 А асе БАК (pMWl\9-kgd), демонстрировал аналогичную штамму MSG 1.0 (pMW119-&gd) тенденцию (табл. 4). Однако, штамм MSG 1.0 АасеВАК AglcB (pMW119-?gtf), лишенный активности всех ферментов, участвующих в катализе реакций глиоксилатного шунта, был способен к несколько большей конверсии глюкозы в янтарную кислоту. Причиной этого была возросшая внутриклеточная доступность необходимого предшественника, изоцитрата, служащего субстратом для биосинтеза 2-кетоглутарата в оксидативном ЦТК, в результате предотвращения вовлечения соответствующего интермедиата в реакции конкурентного (инактивированного) биохимического пути. Индуцированная экспрессия гетерологичной 2-кетоглутарат декарбоксилазы в штамме MSG 1.0 АасеВАК AglcB AsdhAB (pMW119-Ag<0, с дополнительно разомкнутым ЦТК, приводила к росту молярного выхода целевого продукта из глюкозы в 2.7 раза, с ~25% до ~67%. При этом большая часть секретированной штаммом янтарной кислоты была синтезирована через промежуточное образование СПА по искусственно созданному в клетках синтетическому обходному пути. Выход янтарной кислоты, демонстрируемый штаммом MSG1.0 АасеВАК AglcB AsdhAB (pMW119-AgtfO при экспресии 2-кетоглутарат-декарбоксилазы, соответствовал значениям, сообщавшимся ранее (-70%) для штаммов Е. coli, направленно сконструированных для биосинтеза целевого продукта из глюкозы по глиоксилатному шунту, однако не достигал теоретически возможного значения - 100%. Эффективность продукции янтарной кислоты штаммом MSG 1.0 АасеВАК AglcB AsdhAB (pMW119-&gaf) лимитировалась, по-видимому, несбалансированным синтезом ЩУК и ацетил-КоА, ключевых предшественников необходимых для функционирования ЦТК. Об этом свидетельствовала, в частности, сохраняющаяся значительная продукция уксусной кислоты, производного ацетил-КоА, наблюдаемая у всех штаммов полученных в работе. Формирование ЩУК и ацетил-КоА из общего гликолитического предшественника, ФЕП, представляют собой конкурентные процессы. Биосинтез ацетил-КоА сопровождается диссимиляцией С02, тогда как образование ЩУК является результатом карбоксилирования субстрата. Таким образом, эффективность конверсии ФЕП в ЩУК может ограничиваться как доступностью С02, так и активностью соответствующего фермента, фосфоенолпируваткарбоксилазы Ррс (КФ 4.1.1.31). Действительно, позитивный эффект оверэкспрессии фосфоенолпируваткарбоксилазы был ранее продемонстрирован для штаммов Е. coli, сконструированных, как для аэробной, так и для анаэробной продукции янтарной кислоты из глюкозы. Также неоднократно был показан аналогичный эффект повышенной доступности растворенного в средеСО2. Таким образом, не вызывает сомнений, что показатель коэффициента аэробной конверсии глюкозы в янтарную кислоту, демонстрируемый штаммом MSG1.0 АасеВАК AglcB AsdhAB (pMW119-kgd), может быть в дальнейшем повышен в результате тех или иных очевидных направленных манипуляций. Соответствующие работы в настоящее время ведутся в нашей лаборатории. Результаты проведенного исследования наглядно демонстрируют высокий потенциал применения предложенного синтетического обходного пути через СПА для обеспечения эффективного биосинтеза янтарной кислоты по оксидативной ветви ЦТК направленно сконструированными штаммами промышленно значимых микроорганизмов. Кроме того, полученные данные указывают на возможность использования соответствующей стратегии для создания микробных продуцентов других ценных интермедиатов ЦТК, производных янтарной кислоты, таких как фумаровая и яблочная кислоты, при искусственном размыкании цикла на стадиях соответствующих ферментативных реакций.

Авторы:

Издание: Прикладная биохимия и микробиология
Год издания: 2018
Объем: 9с.
Дополнительная информация: 2018.-N 3.-С.244-252. Библ. 31 назв.
Просмотров: 207